پیری سلولی از مراحل مهم و اساسی در رفتار سلولی محسوب می‌شود. سالمندی باعث کاهش حجم عضلات و میوفیبریل‌ها می‌شود. علاوه بر این، در میوفیبریل‌ها متعاقب سالمندی اختلالاتی در فعالیت فیبرهای عضلانی، برهم کنش متقابل اکتین میوزین، تولید انرژی و ترمیم و بازسازی رخ می دهد [1]. 
فرایند تکثیر و رشد سلول‌های سوماتیک اولیه در شرایط آزمایشگاهی محدود است. درواقع، پس از یک دوره سریع تکثیر، میزان تقسیم سلولی کُند شده و سلول‌ها به هم نزدیک می‌شوند و به محرک‌های میتوژنیک پاسخ نمی‌دهند. این فرایند در اصطلاح «پیری سلولی یا عدم فعالیت سلولی» نامیده می‌شود. در همین راستا مشخص شده است که سلول پیر ویژگی‌های خاصی را به خود می‌گیرد که از جمله مهم‌ترین آن‌ها می‌توان به افزایش اندازه سلول، مورفولوژی مجزا، تجمع گرانول‌های لیپوفیوسین، تغییرات گسترده در بیان ژنی و کوتاه شدن طول تلومر اشاره کرد [2]. «تلومر» ساختار انتهایی کروموزوم در یوکاریوت‌هاست که وظیفه حیاتی حفاظت از انتهای کروموزوم را بر عهده دارد. در انسان و مهره‌داران تلومر از هزاران تکرار 5-TTAGGG-’3 که به شکل پشت سر هم در انتهای کروموزوم قرار دارند، تشکیل شده و وظیفه اصلی آن حفاظت و پایداری کروموزوم است. در هر تقسیم سلولی به شکل پیوسته بخشی از درازای تلومر کوتاه می‌شود؛ کوتاه شدن پیوسته تلومر به جدا شدن یک سری از پروتئین‌ها از ساختار تلومر و تغییر بیان ژن منجر شده و نیز موجب کاهش قلمرو اثر آن در سرکوب ژن‌های مجاور می‌شود و ژن‌هایی که تا کنون خاموش بوده‌اند، روشن می‌شوند. همچنین کوتاه شدن مداوم تلومر به توقف چرخه سلولی و مرگ سلولی می‌انجامد [4 ،3].
آنزیم تلومراز دارای زیرواحد تجزیه‌کننده‌ای است که به رونویسی معکوس تلومراز (TERT) معروف است. TERT پروتئینی بوده و دارای فعالیت کاتالیتیکی و ترانس‌کریپتازی است. در همین راستا RNA موجود در ساختمان تلومراز به عنوان یک الگو قرار گرفته و آنزیم از طریق قسمت TERT خود دزوکسی ریبونوکلئوتیدها را به انتهای `3 DNA بسط می‌دهد [5]. هنگامی که انتهای `3 DNA گسترش پیدا کرد، جای خالی RNA پرایمر وسیع‌تر می‌شود. با ساخته شدن RNA پرایمر جدید در جای خالی، DNA در جهت 5 به 3 سنتر می‌شود. سپس دوباره پرایمر جدید برداشته می‌شود و چون این RNA پرایمر جدید مربوط به توالی تلومری است، برداشته شدن آن برای ذخایر ژنتیکی سلول مشکلی ایجاد نمی‌کند. بنابراین آنزیم تلومراز موجب پایداری DNA می‌شود [5]. سرکوب فعالیت آنزیم تلومراز با پیشبرد آپوپتوزیس و افزایش بیان TERT نیز با کاهش مرگ برنامه‌ریزی‌شده سلول همراه است [6]. دیگر پروتئین‌های مهمی که در ساختار تلومریک نقش مهمی دارند شامل عوامل اتصالی تکراری تلومر (TRF) با ایزوفورم 1 و 2 هستند و به صورت مستقیم به تکرار‌های TTAGGG متصل می‌شوند. پروتئین TRF2 برای حفظ ساختار انتهایی کرومزوم و طول عمر سلول ضروری است [7]. 
به نظر می‌رسد فشار اکسایشی بر طول تلومراز و میوفیبریل‌ها مؤثر باشد. هر اندازه سن افزایش پیدا می‌کند فشار اکسایشی نیز دچار تغییراتی شده و روند افزایشی پیدا می‌کند. در همین راستا مطالعات نشان داده‌اند افراد سالمندی که از محتوای آنتی‌اکسیدانی بالاتری نسبت به سالمندان دیگر برخوردار هستند، طول تلومراز بیشتری نیز دارند [9 ،8]. مطالعات دیگری نیز نشان داده‌اند در زنان و مردان 40 تا 80 سال که در رژیم غذایی خود از آنتی‌اکسیدان کافی بهره می‌برند، طول تلومراز افزایش یافته است [10]. ویتامین C از جمله آنتی‌اکسیدان‌هایی است که دارای اثرات ضداکسایشی است. با این حال نتایج روشنی در مورد اثر مصرف ویتامین C بر طول تلومراز و همچنین ترانس‌کریپتاز معکوس تلومراز (TERT) و عامل اتصال تکراری تلومریک 2 (TRF2) ارائه نشده است. برونز و همکاران گزارش کردند مصرف ویتامین C باعث سازگاری‌های بهتر عضلات با ورزش می‌شود [11].
سالمندی با بروز سارکوپینا همراه است و قدرت و حجم عضلانی ارتباط قوی با متغیرهای مرتبط با سارکوپنیا دارد [12]. بر اساس پژوهش‌های انجام‌گرفته، ورزش می‌تواند بر طول تلومر، فعالیت آنزیم تلومراز و همچنین بهبود سارکوپینا مؤثر باشد [15-13]. در تحقیقی نشان داده شد تمرین مقاومتی باعث بهبود برخی شاخص‌های‌ هایپرتروفی عضلانی و بهبود سارکوپینا در مردان مسن می‌شود [15]. برخی مطالعات نیز نشان داده‌اند فعالیت بدنی طولانی‌مدت از طریق تأثیر بر کروموزوم‌ها در کنترل پیری نقش مهمی دارد [16]. لیکن پون‌سوت و همکاران هیچ ارتباطی بین فعالیت ورزشی منظم با شدت متوسط و کوتاهی طول و فعالیت تلومراز مشاهده نکردند [17]. ورنر و همکاران نشان دادند تمرینات ورزشی فعالیت آنزیم تلومراز، پروتئین‌های متصل‌شده به تلومر و بیان mRNA آن‌ها را افزایش و سطوح Chk2 ،p53 و p16 را در آئورت رت‌ها کاهش داده است [18]. لودلوو و همکاران نشان دادند ورزش طولانی‌مدت باعث افزایش فعالیت تلومراز در عضلات اسکلتی گروه ورزش در مقایسه با گروه کنترل بی‌تحرک می‌شود، اما در بافت کبدی و قلب بین دو گروه تغییرات معنی‌داری مشاهده نشد [19]. اسکندری و همکاران نشان دادند شش هفته تمرین تناوبی تأثیر معنی‌داری بر بیان TRF2 در بافت قلب رت‌های پیر دارد، اما بیان TERT تغییر معنی‌داری نداشت [20]. آنچه باعث نتایج مختلف می‌شود، نوع پروتکل تمرینی و همچنین بافت مورد بررسی است. درمجموع به نظر می‌رسد در مورد اثر تمرین مقاومتی و همچنین اثر مصرف ویتامین C و اثر توأم این دو بر طول تلومراز و به‌خصوص بر بیان ژن TRF2 و TERT نتایج روشنی در دست نیست. بنابراین هدف از تحقیق حاضر بررسی تأثیر تمرین مقاومتی به همراه ویتامین C لیپوزومال بر بیان ژن‌های TERT ،TRF2 و قطر و تعداد میوفیبریل‌های عضله اسکلتی رت‌های نر ویستار سالمند بود.

این تحقیق از نوع تجربی است که در تیر و مرداد سال 1399 در دانشگاه آزاد اسلامی واحد تهران مرکز انجام شد. حیوانات پس از انتقال به محیط آزمایشگاه و سازگاری با محیط جدید به مدت یک هفته، به صورت گروه‌های سه‌تایی در قفس‌های پلی‌کربنات شفاف در محیطی با دمای 2±23 درجه سانتی‌گراد، رطوبت 45 تا 55 درصد و چرخه تاریکی به روشنایی 12:12ساعته نگهداری شدند. طی پژوهش غذای استاندارد پلت و آب به صورت آزاد در اختیار آن‌ها قرار گرفت. در این پژوهش، 25 رأس موش صحرایی نر (نژاد ویستار) با گروه سنی 24هفته‌ای (280-320 گرم) به صورت تصادفی در پنج گروه پنج‌تایی در هر رده سنی به ترتیب زیر تقسیم شده و مورد مطالعه قرار گرفتند:
1. گروه «کنترل جوان» شامل پنج سر موش صحرایی جوان 6 تا 8هفته‌ای 220 تا 250گرمی
2. گروه «سالمند+تمرین مقاومتی» شامل پنج سر موش صحرایی سالمند و تمرین بدنی
3. گروه «سالمند+ویتامین C لیپوزومال» شامل پنج سر موش صحرایی سالمند و ویتامین C لیپوزومال
4. گروه «سالمند+تمرین مقاومتی+ویتامین C لیپوزومال» شامل پنج سر موش صحرایی سالمند+تمرین مقاومتی+ویتامین C لیپوزومال
5. گروه «کنترل دوران سالمندی» شامل پنج سر موش صحرایی سالم سن 24هفته‌ای در گروه‌های تمرین مقاومتی به مدت سه روز در هفته هر روز 20 دقیقه تمرین مقاومتی با نردبان و وزنه، به مدت هشت هفته انجام شد. در گروه‌های دریافت‌کننده ویتامین C لیپوزومال، در هر گروه روزانه ویتامین C لیپوزومال به صورت گاواژ بر اساس کیلوگرم وزن بدن تجویز شد. در هر گروه وزن در ابتدا و انتهای مطالعه مورد بررسی قرار گرفت. موش‌ها پس از بیهوشی، خون‌گیری و سپس کشته شدند. سپس سرم خون جداسازی شد و درنهایت بافت مغزی برای انجام تست‌های پاتولوژیکی و بررسی بیان آنزیم و ژن مورد استفاده قرار گرفت. جهت بررسی میزان فیبروز بافت عضله، ابتدا نمونه بافت عضله در محلول ثابت‌کننده تثبیت شد. در این مرحله بعد از مرگ موجود زنده، فعالیت آنزیم‌های درون‌سلولی باعث فاسد شدن و تخریب ساختمان سلولی و بافتی می‌شود. بنابراین برای جلوگیری از تغییرات پس از مرگ، نمونه بافتی جداشده از بدن بایستی بلافاصله در داخل محلول‌های ثابت‌کننده قرار گیرد. محلول‌های ثابت‌کننده ضمن پیوند با پروتئین‌ها، باعث غیرفعال شدن آنزیم‌ها شده و از انهدام ساختمان سلول‌ها و بافت‌ها جلوگیری می‌کنند.
سپس به ترتیب مراحل آب‌گیری با الکل، شفاف‌سازی با گزیلول، آغشتگی با پارافین، قالب‌گیری و سپس برش‌گیری انجام شد. در پروسه آب‌گیری، بافت‌ها به طور طبیعی دارای مقداری آب هستند که اگر از بافت خارج نشود، مانع نفوذ برخی از مواد آماده‌کننده مانند پارافین به داخل بافت می‌شود. به منظور آب‌گیری بافت، نمونه را به ترتیب در الکل 50 درصد، 70 درصد، 90 درصد و مطلق قرار می‌دهند که با این عمل آب بافت، جذب الکل شده و الکل جایگزین آن می‌شود. سپس نمونه را در داخل محلولی به نام گزیلول قرار می‌دهند که آن نیز جایگزین الکل می‌شود. در مرحله آغشتگی، نمونه را در داخل پارافین مذاب قرار می‌دهند تا به داخل بافت نفوذ کند. پارافین در دمای اطاق جامد است و در حرارت 50 درجه به صورت مذاب درمی‌آید. تا این مرحله از آماده‌سازی بافت، هم به طور دستی و هم به طور اتوماتیک توسط دستگاهی به نام اتوتکنیکون امکان‌پذیر است. نمونه آغشته‌شده با پارافین در این مرحله، در داخل قالب پر از پارافین مذاب، قرار می‌گیرد. ضمن انجماد پارافین، نمونه نیز در داخل قالب باقی مانده و آماده مقطع‌گیری می‌شود. نمونه همراه با قالب پارافین توسط دستگاهی به نام میکروتوم به ضخامت 5 تا 10 میکرون، برش داده می‌شود. به منظور بررسی سطح فیبروز بافتی از رنگ‌آمیزی تری‌کروم ماسون استفاده شد. در این رنگ‌آمیزی، میزان کلاژن بافتی بین هپاتوسیت‌ها با رنگ آنیلین بلو به رنگ آبی درمی‌آید و سلول‌ها و هسته سلول‌ها به رنگ قرمز دیده می‌شوند. سپس درصد فیبروز بافتی در هر گروه به لحاظ آماری مورد مقایسه قرار گرفت. 

بیان ژن
به منظور بررسی بیان ژن‌های TERT و TRF2 در بافت عضله، از روش qPCR استفاده شد. در این بررسی از ژن رفرنس Gapdh به عنوان ژن کنترل استفاده شد و بیان سایر ژن‌ها با آن مورد مقایسه قرار گرفت. به منظور انجام این تکنیک ابتدا طراحی پرایمر انجام شد و سپس RNA کل از بافت‌ها استخراج شده و به cDNA تبدیل شد. سپس cDNA به روش PCR تکثیر شده و از نظر بیان ژن‌های ذکرشده مورد بررسی قرار گرفت.
پروتکل تمرین مقاومتی
تمرین قدرت مستلزم این بود که موش‌ها از نردبان یک متر با شبکه 2 سانتی متری و شیب 85 درجه، با برخی تغییرات طبق مطالعه شفر و همکاران صعود کنند [22 ،21]. موش‌ها به مدت یک هفته با تمرین داده‌شده آشنا شدند. سپس تمرین مقاومت شروع شد. برای این پروتکل، سیلندرهای حاوی وزنه با نوار فوم به پایه دم موش وصل شده بودند. سیلندرها با پیچیدن قسمت بالایی دم (2 تا 3 سانتی‌متر از انتهای خارجی) با ولکرو در بالای نوار فوم به دم بسته شدند. سپس وزنه‌های اولیه (25 درصد از وزن بدن) وارد سیلندرها شدند. موش‌ها سپس در پایه دستگاه کوهنوردی قرار گرفتند و به صورت دستی برای بالا رفتن از نردبان تحریک شدند. وزن متصل به دم به تدریج در طی هشت هفته تمرین (هفته‌های اول و دوم 50 درصد، هفته‌های سوم و چهارم 50 درصد، هفته‌های پنجم و ششم 75 درصد و هفته هفتم و هشتم 100 درصد از وزن کل) افزایش یافت. تمرینات سه تا پنج ست بین 8 تا 12 تکرار، با استراحت یک دقیقه بین تکرارها و استراحت دودقیقه‌ای بین ست‌ها، به مدت سه یا چهار روز در هفته صورت گرفت. هر جلسه 40 تا 50 دقیقه، با فاصله 48 ساعت بین جلسات انجام شد. پس از رسیدن به بالای نردبان، به موش‌ها اجازه داده شد تا در منطقه استراحت ریکاوری کنند. این روش تا زمانی که موش‌ها سه مجموعه تمرین را تمام کردند یا نتوانستند طول کل نردبان را صعود کنند تکرار شد [21].
روش هیستوشیمیایی
در این روش از رنگ هماتوکسیلین که از مغز ساقه درختی به دست می‌آید و با روش مخصوص که در ذیل آمده است به صورت محلول ساخته می‌شود و هسته را رنگ می‌کند و ائوزین که قسمت‌های دیگر بافت را رنگ می‌کند استفاده می‌شود.
1000 سانتی‌متر مکعب آب مقطر را در ارلن ریخته روی اجاق گذاشتیم تا به جوش آید. سپس از روی اجاق برداشته به آرامی پودر آلن دوپتاس را در آن ریخته و مجدداً روی اجاق گذاشتیم و به هم زدیم تا کاملاً حل شود. پودر هماتوکسیلین را در 50 سانتی‌متر مکعب الکل اتیلیک 96 درجه حل کرده و دمای محلول آلن دوپتاس و آب را به حدود 85 درجه رساندیم. سپس محلول هماتوکسیلین را روی آن ریخته و به هم زدیم و بعد از اضافه کردن پودر اکسید مرکوریک ظرف را زیر شیر آب سرد قرار دادیم و ضمن به هم زدن به وسیله میله شیشه‌ای سریع سرد کردیم. سپس 10 سانتی‌متر مکعب اسید استیک گلایسیال اضافه کردیم و 24 ساعت گذاشتیم بماند که بعد از آن قابل مصرف است. ضمناً نگهداری آن در شیشه‌های تیره، مناسب است. 
ساختن ائوزین
10 گرم پودر ائوزین را در 100 سانتی‌متر مکعب آب مقطر ریخته و حل کردیم. سپس آن را در 900 سانتی‌متر مکعب الکل اتیلیک 96 درجه ریخته و 10 سانتی‌متر مکعب اسید استیک گلایسیال به آن اضافه کردیم. این رنگ بلافاصله قابل مصرف است. 
ساختن اسید الکل
10 سانتی‌متر مکعب اسید کلریدریک در 1000 سانتی‌متر مکعب الکل اتیلیک 70 درجه ریخته شد.
ساختن لیتیوم کربنات 
پودر لیتیوم کربنات را در مقداری آب معمولی ریخته به هم زدیم تا حل شود، به طوری که بعد از ته‌نشین شدن رسوب باقی ماند. سپس از روی محلول برداشته و استفاده شد و مجدداً آب ریخته تا برای دفعه دیگر آماده باشد. 
به کمک رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین ائوزین، هسته‌ها رنگ آبی و سیتوپلاسم رنگ صورتی به خود می‌گیرند. 
روش آماری 
برای بررسی طبیعی بودن توزیع داده‌ها از آزمون شاپیرو ویلک استفاده شد. سپس از آزمون آنالیز واریانس یک‌طرفه (آنوا) برای بررسی تفاوت بین‌گروهی و از آزمون تعقیبی توکی برای مشخص کردن محل اختلاف گروه‌ها استفاده شد. تمامی بررسی‌ها با استفاده از نرم‌افراز SPSS نسخه 22 و در سطح معنی‌داری کمتر از 0/05 صورت گرفت.

نتایج آزمون آنوا نشان داد بین گروه‌ها از نظر بیان TERT تفاوت معنی‌داری وجود دارد (0/001=P) که بر اساس نتایج آزمون تعقیبی توکی، بین گروه کنترل سالمند با کنترل جوان تفاوت معنی‌داری وجود داشت (0/001=P). با این حال بین سایر گروه‌ها تفاوت معنی‌داری مشاهده نشد (تصویر شماره 1). 



همچنین برای بیان TRF2 نیز تفاوت معنی‌داری بین گروه‌ها وجود داشت (0/001=P)، به نحوی که بر اساس نتایج آزمون تعقیبی توکی بین گروه کنترل سالمند با گروه کنترل جوان (0/001=P) و بین گروه سالمند تمرین‌کرده با گروه کنترل جوان (0/001=P) تفاوت معنی‌داری مشاهده شد (تصویر شماره 2). 



از نظر قطر میوفیبریل در بین گروه‌ها با استفاده از آزمون آنوا تفاوت معنی‌داری مشاهده شد (0/001=P). نتایج آزمون تعقیبی توکی نیز نشان داد بین گروه کنترل جوان و گروه سالمند ورزش مصرف ویتامین C با گروه کنترل سالمند تفاوت معنی‌داری وجود دارد (0/001=P). بین گروه سالمند ورزش با گروه سالمند ورزش مصرف ویتامین C تفاوت معنی‌داری مشاهده شد (0/001=P). همچنین بین گروه سالمند مصرف ویتامین C با گروه سالمند ورزش مصرف ویتامین C و گروه کنترل جوان نیز تفاوت معنی‌داری وجود داشت (0/001=P) (تصویر شماره 3). 



طبق نتایج آزمون آنوا، از نظر تعداد میوفیبریل‌ها نیز در بین گروه‌ها تفاوت معنی‌داری وجود داشت (0/001=P) و آزمون تعقیبی توکی نشان داد بین گروه کنترل جوان و گروه سالمند ورزش مصرف ویتامین C با گروه کنترل سالمند تفاوت معنی‌داری وجود دارد (0/001=P). بین گروه سالمند ورزش با گروه سالمند ورزش مصرف ویتامین C و گروه کنترل جوان تفاوت معنی‌داری مشاهده شد (0/001=P). همچنین بین گروه سالمند مصرف ویتامین C با گروه سالمند ورزش مصرف ویتامین C و گروه کنترل جوان نیز تفاوت معنی‌داری وجود داشت (0/001=P) (تصویر شماره 4). 



تصویر شماره 5 مقطع عرضی از بافت عضله موش صحرایی را نشان می‌دهد که با رنگ‌های هماتوکسیلین و ائوزین رنگ‌آمیزی شده است. طبق نتایج حاصل از این تصاویر مشخص شد که بافت عضله در گروه جوان و گروه سالمند+ویتامین C+ورزش منسجم بوده و در مقایسه با سایر گروه‌ها دارای بافت یکدست است که میوفیبریل‌ها در کنار همدیگر قرار گرفته‌اند. همچنین بررسی‌ها نشان دادند قطر این میوفیبریل‌ها در گروه سالمند+ویتامین C+ورزش نسبت به سایر گروه‌ها بیشتر بوده و با گروه‌های سالمند+ویتامین C و سالمند اختلاف معنی‌دار دارد (0/001=P). از سوی دیگر تعداد میوفیبریل‌ها در گروه جوان و گروه سالمند+ویتامین C+ورزش بیشتر بود، به گونه‌ای که این دو گروه با هم اختلاف معنی‌دار نداشتند، اما نسبت به گروه‌های سالمند، سالمند+ویتامین C و سالمند+ورزش دارای اختلاف معنی‌دار بود (0/001=P).

این تحقیق با هدف بررسی اثر تمرین مقاومتی به همراه مصرف ویتامین C بر بیان ژن‌های TERT ،TRF2، قطر و تعداد میوفیبریل‌های عضله اسکلتی رت‌های نر ویستار سالمند انجام شد. نتایج پژوهش حاضر نشان داد در رت‌های سالمند بیان TERT و TRF2 در مقایسه با رت‌های جوان کاهش معنی‌داری دارد. با این حال تمرین مقاومتی و مصرف ویتامین C علی‌رغم افزایش بیان TERT و TRF2، تغییر معنی‌داری در مقایسه با رت‌های کنترل سالمند ایجاد نکرد، هرچند بیان TERT و TRF2 به مقادیر آن در رت‌های کنترل جوان نزدیک شد. از نظر بیان TRF2 بین رت‌های گروه تمرین مقاومتی و رت‌های کنترل جوان تفاوت معنی‌داری مشاهده شد، هرچند بین گروه تمرین مقاومتی به همراه مصرف ویتامین C با گروه کنترل جوان تفاوت معنی‌دار گزارش نشد. این مقادیر نشان می‌دهند که تمرین مقاومتی به همراه مصرف ویتامین C باعث بهبود TRF2 در موش‌های سالمند نسبت به موش‌های جوان شده است، هرچند این تغییرات معنی‌دار نبود. از سوی دیگر نتایج این تحقیق نشان داد موش‌های جوان و موش‌های گروه سالمند ورزش به همراه مصرف ویتامین C از مقادیر بالای قطر و تعداد میوفیبریل در مقایسه با دیگر گروه‌ها برخوردار بودند. به عبارت دیگر، انجام ورزش مقاومتی به همراه مصرف ویتامین C بیشترین تأثیر را در افزایش قطر و تعداد میوفیبریل داشت. 

این نتایج با یافته‌های اسکندری و همکاران که اثر تمرین تناوبی را در بافت قلب بررسی کرده بودند، در مورد TERT هم‌سو بوده، اما در مورد TRF2 هم‌خوانی ندارد [20]. از دلایل متفاوت بودن نتایج می‌توان به نوع تمرین و نیز نوع بافت اشاره کرد. همچنین داماس و همکاران افزایش تعداد میوفیبریل‌ها در اثر تمرین مقاومتی را گزارش کردند [23]. قبریل و همکاران نیز نشان دادند مصرف ویتامین C اثرات محافظتی در جلوگیری از آسیب عضله اسکلتی دارد. بر اساس نتایج آن‌ها ویتامین C باعث کاهش آسیب‌های ناشی از فشار اکسایشی و التهاب در عضلات می‌شود [24]. 
مطالعات نشان داده‌اند افزایش سن به کوتاه شدن طول تلومر منجر می‌شود و فشار اکسایشی نقش مهمی در این زمینه دارد. سلول‌های اندوتلیال در نمونه‌های سالمند، گونه‌های فعال اکسیژن (ROS) بیشتری تولید می‌کنند که با اختلال عملکرد میتوکندری همراه است [25]. در همین راستا مشخص شده است موش‌هایی که با کمبود MnSOD بافت عضله یا قلب مواجه هستند، فعالیت تلومراز در آن‌ها مهار و بیان TERT و TRF2 کاهش یافته است، اما تجویز مکمل‌های حاوی آنتی‌اکسیدان مانع از این روند می‌شود [26]. فعالیت ورزشی می‌تواند تأثیر مثبتی بر ثبات و جلوگیری از کوتاه شدن طول تلومر و کاهش آنزیم تلومراز داشته باشد. لودلوو و همکاران افزایش فعالیت تلومراز در عضله اسکلتی و عدم تغییر فعالیت تلومراز در بافت کبد و قلب موش‌ها را به دنبال تمرین استقامتی گزارش کردند [19]. بخشی از سازگاری‌های تلومراز به تمرینات را باید به مسیرهای MAPK نسبت داد. فعال شدن MAPK منجر به تغییر فعالیت و موقعیت قرار‌گیری انواعی از عوامل رونویسی می‌شود که با تغییر بیان ژن اجزای تلومر ارتباط دارد [27]. 
از سوی دیگر، ورزش باعث افزایش محتوای آنتی‌اکسیدان و کاهش فشار اکسایشی نیز می‌شود. نتایج پژوهش بقایی و همکاران نشان داد ورزش به کاهش فشار اکسایشی در موش‌های میانسال منجر شده و عوامل مؤثر در پیری سلول را تعدیل می‌کند [28]. به نظر می‌رسد اثر تعاملی ورزش و ویتامین C در کاهش حداکثری فشار اکسایشی بر طول تلومر مؤثر است. در پژوهش حاضر بیان TERT و TRF2 و به‌خصوص قطر و تعداد میوفیبریل‌ها در گروه موش‌های سالمندی که ورزش مقاومتی انجام داده و ویتامین C مصرف کرده بودند به مقادیر گروه کنترل جوان نزدیک بود. در همین راستا نتایج برونز و همکاران نشان داده است مصرف ویتامین C باعث سازگاری‌های بهتر عضلات به تمرینات ورزشی می‌شود. به عبارت دیگر، کاستن از فشار اکسایشی و دیگر عوامل آسیب‌رسان باعث می‌شود عضلات بهتر بتوانند با تمرینات سازگاری پیدا کنند [11]. از سوی دیگر افزایش TERT و به‌خصوص TRF2 را می‌توان از دلایل افزایش قطر و تعداد میوفیبریل‌ها در گروه موش‌های سالمند دانست. با توجه به محدود بودن تحقیقات در مورد TERT و TRF2 در افراد سالمند و نیز اثرات ویتامین C و ورزش مقاومتی بر آن نمی‌توان به مکانیزم‌های مستدل دیگری اشاره کرد. با این حال با توجه به یافته‌های پژوهش حاضر می‌توان چنین استنباط کرد که ورزش مقاومتی و مصرف ویتامین C باعث افزایش قطر و طول میوفبریل عضله اسکلتی می‌شود. هرچند افزایش TRF2 و TERT در مقایسه با گروه کنترل سالمند معنی‌دار نبود، این احتمال وجود دارد در صورتی که مدت‌زمان دوره تحقیق افزایش پیدا کند بتوانیم به نتایج متفاوتی دست یابیم. 

درنهایت نتایج این تحقیق نشان داد هشت هفته تمرین مقاومتی به همراه مکمل‌یاری ویتامین C در موش‌های صحرایی مسن احتمالاً باعث افزایش معنی‌دار تعداد و قطر میوفیبریل عضله اسکلتی می‌شود. همچنین علی‌رغم افزایشی که در بیان TRF2 و TERT مشاهده شد، این تغییرات از نظر آماری معنی‌دار نبود. تغییرات فشار اکسایشی و آنتی‌اکسیدان‌ها در این تحقیق اندازه‌گیری نشده است و از محدودیت‌های این تحقیق به شمار می‌رود.

این تحقیق به شماره IR.SSRI.REC.1399.115 در کمیته اخلاق پژوهشگاه تربیت‌بدنی و علوم ورزشی تأیید شده است.

این مقاله مستخرج از رساله دکتری نویسنده اول در دانشگاه آزاد اسلامی واحد تهران مرکز، دانشکده تربیت بدنی و علوم ورزشی، گروه فیزیولوژی ورزشی است.

 نوشتن، ویرایش و مرور: یوسف شیرخانی؛ ویرایش و بررسی نهایی: مقصود پیری، حسن متین همایی؛ تحلیل داده‌ها: محمد‌علی آذربایجانی.

نویسندگان این مقاله هیچ گونه تعارض منافعی ندارند. 

1. Miljkovic N, Lim JY, Miljkovic I, Frontera WR. Aging of skeletal muscle fibers. Annals of Rehabilitation Medicine. 2015; 39(2):155-92. [DOI:10.5535/arm.2015.39.2.155] [PMID] [PMCID]
2. Morsiani C, Bacalini MG, Santoro A, Garagnani P, Collura S, D’Errico A, et al. The peculiar aging of human liver: A geroscience perspective within transplant context. Ageing Research Reviews. 2019; 51:24-34. [DOI:10.1016/j.arr.2019.02.002] [PMID]
3. Ho RT, Chan JS, Wang CW, Lau BW, So KF, Yuen LP, et al. A randomized controlled trial of qigong exercise on fatigue symptoms, functioning, and telomerase activity in persons with chronic fatigue or chronic fatigue syndrome. Annals of Behavioral Medicine. 2012; 44(2):160-70. [DOI:10.1007/s12160-012-9381-6] [PMID] [PMCID]
4. Pejenaute Á, Cortés A, Marqués J, Montero L, Beloqui Ó, Fortuño A, et al. NADPH oxidase overactivity underlies telomere shortening in human atherosclerosis. International Journal of Molecular Sciences. 2020; 21(4):1434. [DOI:10.3390/ijms21041434] [PMID] [PMCID]
5. Heidenreich B, Kumar R. TERT promoter mutations in telomere biology. Mutation Research. 2017; 771:15-31. [DOI:10.1016/j.mrrev.2016.11.002] [PMID]
6. Slattery ML, Herrick JS, Pellatt AJ, Wolff RK, Mullany LE. Telomere length, TERT, and miRNA expression. PLoS One. 2016; 11(9):e0162077. [DOI:10.1371/journal.pone.0162077] [PMID] [PMCID]
7. Monaghan P, Eisenberg DT, Harrington L, Nussey D. Understanding diversity in telomere dynamics. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 2018; 373(1741):20160435. [DOI:10.1098/rstb.2016.0435] [PMID] [PMCID]
8. Prasad KN, Wu M, Bondy SC. Telomere shortening during aging: Attenuation by antioxidants and anti-inflammatory agents. Mechanisms of Ageing and Development. 2017; 164:61-6. [DOI:10.1016/j.mad.2017.04.004] [PMID]
9. de Vos-Houben JM, Ottenheim NR, Kafatos A, Buijsse B, Hageman GJ, Kromhout D, et al. Telomere length, oxidative stress, and antioxidant status in elderly men in Zutphen and Crete. Mechanisms of Ageing and Development. 2012; 133(6):373-7. [DOI:10.1016/j.mad.2012.04.003] [PMID]
10. Kiecolt-Glaser JK, Epel ES, Belury MA, Andridge R, Lin J, Glaser R, et al. Omega-3 fatty acids, oxidative stress, and leukocyte telomere length: A randomized controlled trial. Brain, Behavior and Immunity. 2013; 28:16-24. [DOI:10.1016/j.bbi.2012.09.004] [PMID] [PMCID]
11. Bruns DR, Ehrlicher SE, Khademi S, Biela LM, Peelor III FF, Miller BF, et al. Differential effects of vitamin C or protandim on skeletal muscle adaptation to exercise. Journal of Applied Physiology. 2018; 125(2):661-71. [DOI:10.1152/japplphysiol.00277.2018] [PMID] [PMCID]
12. Negaresh R, Ranjbar R, Habibi A, Gharibvand MM. The relationship between muscle volume and strength and some factors associated with sarcopenia in old men compared with young men. Zanko Journal of Medical Sciences. 2016; 17(54):23-34. https://www.sid.ir/en/Journal/ViewPaper.aspx?ID=520044
13. Harris SE, Deary IJ, MacIntyre A, Lamb KJ, Radhakrishnan K, Starr JM, et al. The association between telomere length, physical health, cognitive ageing, and mortality in non-demented older people. Neuroscience Letters. 2006; 406(3):260-4. [DOI:10.1016/j.neulet.2006.07.055] [PMID]
14. Jiang H, Schiffer E, Song Z, Wang J, Zürbig P, Thedieck K, et al. Proteins induced by telomere dysfunction and DNA damage represent biomarkers of human aging and disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2008; 105(32):11299-304. [DOI:10.1073/pnas.0801457105] [PMID] [PMCID]
15. Negaresh R, Ranjbar R, Habibi A, Gharibvand MM. The effects of eight weeks of resistance training on some muscle hypertrophy and physiological parameters in elderly men. Journal of Geriatric Nursing. 2016; 3(1):62-75. [DOI:10.21859/jgn.3.1.62]
16. Rae DE, Vignaud A, Butler-Browne GS, Thornell LE, Sinclair-Smith C, Derman EW, et al. Skeletal muscle telomere length in healthy, experienced, endurance runners. European Journal of Applied Physiology. 2010; 109(2):323-30. [DOI:10.1007/s00421-010-1353-6] [PMID]
17. Ponsot E, Lexell J, Kadi F. Skeletal muscle telomere length is not impaired in healthy physically active old women and men. Muscle & Nerve. 2008; 37(4):467-72. [DOI:10.1002/mus.20964] [PMID]
18. Werner C, Fürster T, Widmann T, Pöss J, Roggia C, Hanhoun M, et al. Physical exercise prevents cellular senescence in circulating leukocytes and in the vessel wall. Circulation. 2009; 120(24):2438-47. [DOI:10.1161/CIRCULATIONAHA.109.861005] [PMID]
19. Ludlow AT, Witkowski S, Marshall MR, Wang J, Lima LC, Guth LM, et al. Chronic exercise modifies age-related telomere dynamics in a tissue-specific fashion. Journals of Gerontology Series A: Biomedical Sciences and Medical Sciences. 2012; 67(9):911-26. [DOI:10.1093/gerona/gls002] [PMID] [PMCID]
20. Eskandari A, Fashi M, Dakhili AB. Effect of high intensity interval and continuous endurance training on TRF2 and TERT gene expression in heart tissue of aging male rats. Journal of Gorgan University of Medical Sciences. 2019; 21(2):43-9. https://www.sid.ir/fa/journal/ViewPaper.aspx?id=538969
21. Thirupathi A, da Silva Pieri BL, Queiroz JAMP, Rodrigues MS, de Bem Silveira G, de Souza DR, et al. Strength training and aerobic exercise alter mitochondrial parameters in brown adipose tissue and equally reduce body adiposity in aged rats. Journal of physiology and biochemistry. 2019; 75(1):101-8. [DOI:10.1007/s13105-019-00663-x] [PMID]
22. Scheffer DL, Silva LA, Tromm CB, da Rosa GL, Silveira PC, de Souza CT, et al. Impact of different resistance training protocols on muscular oxidative stress parameters. Applied Physiology, Nutrition, and Metabolism. 2012; 37(6):1239-46. [DOI:10.1139/h2012-115] [PMID]
23. Damas F, Phillips SM, Libardi CA, Vechin FC, Lixandrão ME, Jannig PR, et al. Resistance training-induced changes in integrated myofibrillar protein synthesis are related to hypertrophy only after attenuation of muscle damage. Journal of Physiology. 2016; 594(18):5209-22. [DOI:10.1113/JP272472] [PMID] [PMCID]
24. Gabrial SG, Shakib M-CR, Gabrial GN. Protective role of vitamin C intake on muscle damage in male adolescents performing strenuous physical activity. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 2018; 6(9):1594-8. [DOI:10.3889/oamjms.2018.337] [PMID] [PMCID]
25. Haendeler J, Hoffmann Jr, Diehl JF, Vasa M, Spyridopoulos I, Zeiher AM, et al. Antioxidants inhibit nuclear export of telomerase reverse transcriptase and delay replicative senescence of endothelial cells. Circulation Research. 2004; 94(6):768-75. [DOI:10.1161/01.RES.0000121104.05977.F3] [PMID]
26. Makino N, Maeda T, Oyama JI, Sasaki M, Higuchi Y, Mimori K, et al. Antioxidant therapy attenuates myocardial telomerase activity reduction in superoxide dismutase-deficient mice. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 2011; 50(4):670-7. [DOI:10.1016/j.yjmcc.2010.12.014] [PMID]
27. Rose BA, Force T, Wang Y. Mitogen-activated protein kinase signaling in the heart: Angels versus demons in a heart-breaking tale. Physiological Reviews. 2010; 90(4):1507-46. [DOI:10.1152/physrev.00054.2009] [PMID] [PMCID]
28. Baghaiee B, Karimi P, Siahkouhian M, Pescatello LS. Moderate aerobic exercise training decreases middle-aged induced pathologic cardiac hypertrophy by improving Klotho expression, MAPK signaling pathway and oxidative stress status in Wistar rats. Iranian Journal of Basic Medical Sciences. 2018; 21(9):911-9. https://ijbms.mums.ac.ir/article_11238.html